La superrisoluzione

di Marco Grison e Leone Rossetti
Editor: Federico Forneris
Revisori Esperti: Giorgia Palano, Matteo Campioni
Revisore Naive: Maria Rossana Caniglia
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L’utilizzo di animazioni per accompagnare lezioni, pubblicazioni e convegni sta diventando sempre più popolare tra gli scienziati che si occupano di Biologia Molecolare. Non abbiamo ancora modo di osservare direttamente il comportamento delle singole molecole, motivo per cui l’utilizzo della cosiddetta computer generated imagery aiuta la visualizzazione e quindi la comprensione dei processi molecolari su piccola scala. Questi affascinanti video non sono che una ricostruzione di ciò che avviene nelle nostre cellule nell’ordine del nanometro, ossia un miliardesimo di metro. Solo grazie alla combinazione di molteplici tecniche ed allo studio di centinaia di pubblicazioni è possibile accumulare le informazioni necessarie per creare animazioni di una tale accuratezza. In questo articolo raccontiamo come le recenti tecniche di superrisoluzione abbiano rivoluzionato il campo della microscopia per osservare processi molecolari su piccola scala. La prima parte di questo articolo 1M. Grison, L. Rossetti,Vantaggi e limiti delle moderne tecniche di microscopia ottica, AIRInforma, 4 (2017), 2017-03-23 ha presentato le problematiche tipiche della microscopia, spiegando poi quali sono i limiti intrinseci a ogni sistema ottico. Questa seconda parte completa il discorso sulle tecniche di microscopia utilizzate in campo biologico. Per comprendere appieno la superrisoluzione, si parte dal fenomeno della fluorescenza e delle sue applicazioni per lo studio dei campioni biologici. Infine vengono presentate due delle tecniche di superrisoluzione più diffuse, la STED e la PALM, che sono valse ai loro scopritori il Premio Nobel per la chimica 2014.

 

1. Fluorescenza

Figura 1 - Immagine ottenuta tramite microscopia a fluorescenza di una fibra muscolare cardiaca dove specifici componenti sono stati “colorati”. Fonte: http://dx.doi.org/10.1016/j.cell.2014.10.056.

Figura 1 – Immagine ottenuta tramite microscopia a fluorescenza di una fibra muscolare cardiaca dove specifici componenti sono stati “colorati”. Fonte: [3] http://dx.doi.org/10.1016/j.cell.2014.10.056.

Immagini come quelle in figura 1 sono tra le più diffuse rappresentazioni della struttura interna di una cellula, e si possono trovare facilmente su pubblicazioni non specialistiche e su internet. Si tratta di immagini che sfruttano i principi della fluorescenza, e la loro ricchezza di dettagli è affascinante anche per chi non è esperto di biologia cellulare. La fluorescenza è alla base delle più avanzate tecniche di microscopia ottica, dal momento che permette di colorare differentemente specifiche componenti di un sistema biologico complesso osservato al microscopio.

 

1.1 La fluorescenza in natura

Un effetto di fluorescenza con il quale molti sono familiari è il colore bluastro che un gin & tonic assume sotto certe luci da discoteca. Questo è dovuto alla presenza nell’acqua tonica di un alcaloide naturale chiamato chinino: se illuminato con una lampada ultravioletta come in figura 2A, il chinino emette luce blu.

Figura 2 - Molecole naturalmente fluorescenti. (A) La luce ultravioletta fa fluorescere il chinino contenuto nell’acqua tonica, che emette luce blu. (B) La medusa Aequorea victoria produce una proteina fluorescente che, assorbendo luce blu, riemette luce verde. Fonte: http://www.tiselab.com

Figura 2 – Molecole naturalmente fluorescenti. (A) La luce ultravioletta fa fluorescere il chinino contenuto nell’acqua tonica, che emette luce blu. (B) La medusa Aequorea victoria produce una proteina fluorescente che, assorbendo luce blu, riemette luce verde. Immagine da http://www.tiselab.com.

 

La proprietà di una molecola di assorbire luce di un certo colore e successivamente di riemettere luce di un colore diverso è detta fluorescenza, e la molecola si dice essere un fluoroforo. Più dettagliatamente, possiamo dire che un fluoroforo interagisce con la luce assorbendo un fotone e successivamente (dopo qualche miliardesimo di secondo) emettendone un altro di minor energia. Ricordiamo che l’energia di un fotone è legata alla lunghezza d’onda, e quindi al colore. Il chinino assorbe un fotone ad alta energia (radiazione UV) e ne emette uno a più bassa energia (radiazione blu). Il chinino è naturalmente fluorescente, così come lo sono alcune spettacolari proteine. Un esempio è la famosa Green Fluorescent Protein (GFP), prodotta da una medusa (figura 2B).

Al giorno d’oggi, grazie alla chimica e alle biotecnologie, sono disponibili fluorofori che coprono pressoché tutto lo spettro di colori visibili, come mostrato in figura 3(A). Il fluoroforo rosso è stato illuminato con luce arancione, secondo lo schema di 3(B).

Figura 3 - (A) Una gamma di fluorofori sintetizzati in laboratorio. Fonte: link (B) Nello schema rappresentativo, una cellula contenente una proteina fluorescente (stellina rossa) viene illuminata con luce arancione. La proteina assorbe parte di questa luce e ne emette di rossa, in tutte le direzioni.

Figura 3 – (A) Una gamma di fluorofori sintetizzati in laboratorio. Fonte: link (B) Nello schema rappresentativo, una cellula contenente una proteina fluorescente (stellina rossa) viene illuminata con luce arancione. La proteina assorbe parte di questa luce e ne emette di rossa, in tutte le direzioni.

 

1.2 Utilizzo in microscopia

Per poter utilizzare i fluorofori in microscopia, sono state sviluppate diverse tecniche che permettono di attaccarli selettivamente a delle specifiche molecole di interesse. Tornando alla fibra muscolare mostrata in precedenza, la colorazione è ottenuta etichettando tutte le proteine α-actinina con un fluoroforo a emissione verde (tipo GFP), le proteine titina con un fluoroforo a emissione rossa e l’actina con uno a emissione blu. I tre diversi fluorofori sono stati scelti per essere eccitabili da luce di diversi colori, in modo da poter essere osservati separatamente. Grazie al fatto che i colori emessi sono diversi tra loro, con degli appositi filtri si possono ottenere tre immagini, una per ogni tipo di proteina (figura 4). Le tre immagini possono essere colorate e sovrapposte, evidenziando eventuali colocalizzazi oni delle proteine etichettate. Quindi, tramite l’utilizzo di diversi fluorofori è possibile marcare proteine o strutture di interesse in modo da visualizzarne selettivamente la posizione. Non è poca cosa, considerando che i diversi tipi di proteine presenti in un campione biologico simultaneamente possono essere decine di migliaia!

Figura 4 - Microscopia a fluorescenza. Immagine ottenuta tramite microscopia a fluorescenza di una fibra muscolare cardiaca dove tre diversi componenti sono stati “colorati” tramite fluorofori: l’actina in verde, l’-actinina in rosso, il nucleo in blu. Fonte: http://dx.doi.org/10.1016/j.cell.2014.10.056.

Figura 4 – Microscopia a fluorescenza. Immagine ottenuta tramite microscopia a fluorescenza di una fibra muscolare cardiaca dove tre diversi componenti sono stati “colorati” tramite fluorofori: l’actina in verde, l’ -actinina in rosso, il nucleo in blu. Fonte: [4] http://dx.doi.org/10.1016/j.cell.2014.10.056.

2. Tecniche di superrisoluzione

Il premio Nobel per la chimica del 2014 è stato assegnato come riconoscimento per le grandi innovazioni nell’utilizzo dei fluorofori che sono alla base della superrisoluzione in microscopia. Le tecniche più significative sviluppate in questo ambito (e che sono state premiate) sono la la PALM (Photo-Activated Localization Microscopy) e la STED (Stimulated Emission Depletion). Sono accomunate dallo stesso obiettivo, cioè la creazione di immagini di campioni fluorescenti con risoluzione spaziale il più possibile al di sotto dei limiti imposti dalla microscopia ottica. La differenza tra STED e PALM sta nel meccanismo fisico che viene sfruttato per conseguire questo obiettivo.

Ritorniamo a quanto detto nel precedente articolo 1M. Grison, L. Rossetti, (2017) Vantaggi e limiti delle moderne tecniche di microscopia ottica, AIRInforma, 4, 2017-03-23 riguardo alla formazione delle immagini: abbiamo visto come un punto luminoso venga sfocato da un sistema di lenti, che si tratti di un microscopio, di un telescopio o del nostro occhio. È un processo inevitabile causato dal fatto che un punto luminoso emette luce in tutte le direzioni, ma una lente può raccoglierne solo una parte. Ce ne accorgiamo quando guardiamo cose piccole: se proviamo a leggere un’insegna lontana le lettere risultano sfocate, così come vediamo degli aloni attorno alle luci dei lampioni in lontananza. Ci riferiremo per semplicità a punti e cerchi, punti intesi come sorgenti puntiformi di luce, cerchi come le immagini alonate dei punti, sfocate dalla presenza di lenti nel processo di formazione dell’immagine.

 

2.1 PALM

La figura 5, ripresa dalla prima parte, ricorda come la sovrapposizione dei cerchi crei un’immagine meno nitida della struttura originale, facendoci perdere dettagli talvolta sostanziali. Nella fattispecie, e questa è la considerazione fondamentale, l’informazione che perdiamo è la localizzazione esatta dei singoli fluorofori. Se potessimo determinare con maggiore accuratezza la loro posizione otterremmo logicamente un’immagine migliore.

Figura 5 - Formazione di un immagine descritta nella parte I dell’articolo. Qualsiasi campione subisce un processo di sfocamento quando viene visualizzato tramite una lente.

Figura 5 – Formazione di un’immagine descritta nella parte I  dell’articolo. Qualsiasi campione subisce un processo di sfocamento quando viene visualizzato tramite una lente.

 

Come possiamo fare per migliorare la localizzazione le molecole, ottenendo così un’immagine più nitida? La difficoltà sta nel fatto che quando osserviamo un campione al microscopio, tutte le molecole sono illuminate in un colpo solo (illuminazione a campo largo) e quindi non ci appaiono mai individualmente. Ora immaginiamo un campione dove i fluorofori sono abbastanza sparsi da non far sovrapporre i loro cerchi quando ne creiamo un’immagine con una lente. In questo caso per localizzare con alta precisione i fluorofori ci basterà trovare i centri dei cerchi. In virtù del fatto che i cerchi sono separati l’uno dall’altro, non ci si può confondere. La PALM (e le tecniche ad essa collegate, come la STORM e la GSDIM) sfruttano questa idea. I campioni utilizzati in microscopia sono densamente coperti di fluorofori, che normalmente vengono visualizzati contemporaneamente. Il punto critico della PALM è stato l’aver implementato un metodo per visualizzare individualmente i fluorofori in questi campioni densamente etichettati.

La tecnica PALM crea un’immagine superrisolta nel modo seguente (animazione 6):

  1. Invece dei normali fluorofori, vengono utilizzate delle molecole che necessitano di una speciale “luce di attivazione” per diventare fluorofori.
  2. Un numero ridotto di fluorofori è reso attivo, in modo che siano sufficientemente distanti tra loro da essere individualmente riconoscibili. Con “rendere attivo” si intende che la molecola è in grado di emettere fluorescenza una volta illuminata.
  3. Il campione viene illuminato con la normale luce di eccitazione, come in un normale microscopio a fluorescenza. Vedremo quindi un limitato numero di cerchi separati tra loro.
  4. Possiamo localizzare ora le coordinate del centro di ognuno dei cerchi osservati con dei metodi matematici, e assumiamo che il fluoroforo responsabile del cerchio si trovi al suo centro.
  5. Ora “spegniamo” i fluorofori, cioè facciamo in modo che siano tutti nuovamente inattivi. Ripartiamo dal passo 1, ma attivandone un diverso gruppo questa volta.
Figura 6 - Formazione di un’immagine tramite un sistema PALM. L’animazione mostra in sequenza come vengono selettivamente illuminati e localizzati piccoli gruppi di fluorofori isolati, e come in questo modo si può ricostruire un’immagine.

Figura 6 – Formazione di un’immagine tramite un sistema PALM. L’animazione mostra in sequenza come vengono selettivamente illuminati e localizzati piccoli gruppi di fluorofori isolati, e come in questo modo si può ricostruire un’immagine. La creazione di una singola immagine del campione può richiedere anche diverse migliaia di ripetizioni. Il tutto può richiedere decine di minuti per avere una singola immagine.

 

Dopo numerose iterazioni avremo accumulato un grande numero di coordinate che ci indicano la precisa localizzazione di tutti i fluorofori. Per ricostruire un’immagine ci basterà rappresentarle su un piano cartesiano. La risoluzione di questa immagine puntillista dipenderà non più dalle limitazioni imposte dal criterio di Abbe, ma dalla precisione con cui localizziamo il centro dei cerchi, che è molto maggiore. La risoluzione effettiva dell’immagine è 30nm, contro i 150nm della tradizionale microscopia ottica.

Box 1: I fluorofori usati nella PALM

I fluorofori utilizzati nella PALM possono essere resi attivi (cioè capaci di fluorescere) quando vengono illuminati da una luce di un colore specifico, diverso dalle luci normalmente usate in fluorescenza per eccitazione ed emissione di cui si è parlato sopra. La luce di questo terzo colore funge da interruttore per il processo di fluorescenza. L’attivazione tramite interruttore è un processo casuale, e non tutti i fluorofori soggetti ne sentono gli effetti. Ogni volta che il campione è illuminato con questa luce-interruttore, solo una piccola percentuale dei fluorofori ne risente.

Quindi il passaggio critico della PALM è il punto 1 del procedimento riportato sopra, cioè la accensione selettiva dei fluorofori. Per ottenere questo effetto sono usati dei fluorofori appositamente ingegnerizzati (si veda il box 1). In figura 7 è mostrato un esempio di applicazione di questa tecnica.

Figura 7 - Applicazione della microscopia PALM. Nel riquadro di sinistra è mostrata una immagine di microtubuli ottenuta tramite microscopia a fluorescenza convenzionale, mentre il riquadro di destra mostra lo stesso campione visualizzato tramite microscopia PALM. I microtubuli sono tra i filamenti costituenti il citoscheletro delle cellule e hanno un diametro di 25nm. Contribuiscono alla stabilità della cellula, ma soprattutto sono utilizzati come vie di trasporto per lo spostamento di carichi di proteine e molecole (come mostrato al minuto 1:16 del video citato nell’introduzione).

Figura 7 – Applicazione della microscopia PALM. Nel riquadro di sinistra è mostrata una immagine di microtubuli ottenuta tramite microscopia a fluorescenza convenzionale, mentre il riquadro di destra mostra lo stesso campione visualizzato tramite microscopia PALM. I microtubuli sono tra i filamenti costituenti il citoscheletro delle cellule e hanno un diametro di 25nm. Contribuiscono alla stabilità della cellula, ma soprattutto sono utilizzati come vie di trasporto per lo spostamento di carichi di proteine e molecole (come mostrato al minuto 1:16 del video citato nell’introduzione).

 

2.2 STED

Nella sezione precedente abbiamo visto come la PALM permetta di accendere selettivamente un numero ristretto di fluorofori. Questo nonostante il campione venga illuminato omogeneamente, secondo un’illuminazione detta a campo largo, comunemente usata in microscopia e schematizzata in figura 8A–B. La tecnica chiamata STED sfrutta invece dei principi diversi, applicati a un microscopio cosiddetto a scansione, e non a campo largo. In un microscopio a scansione i campioni fluorescenti vengono eccitati con un fascio laser focalizzato, che viene passato sul campione “riga per riga”, come mostrato in figura 8C–D. La luce emessa dal campione è registrata per tutta la durata della scansione, e tramite un computer viene ricostruita l’immagine. Questo metodo è usato perché permette di creare ottime immagini anche con campioni contenenti pochi fluorofori.

Figura 8 - Microscopi con illuminazione a campo largo e a scansione. (A) Schema di un microscopio a campo largo, in cui tutti gli elementi del campione (quindi anche tutti i fluorofori) vengono illuminati contemporamenamente. (B) L’immagine di un filamento fluorescente sarà sfuocata secondo i limiti di risoluzione spiegati nella parte I dell’articolo (e richiamati in figura 6A). (C) Schema di un microscopio a scansione, dove si cerca di illuminare con luce arancione solo una regione, la più piccola possibile. (D) Animazione del principio di scansione “riga per riga”: anche in questo caso l’immagine ottenuta è sfuocata come in B.

Figura 8 – Microscopi con illuminazione a campo largo e a scansione. (A) Schema di un microscopio a campo largo, in cui tutti gli elementi del campione (quindi anche tutti i fluorofori) vengono illuminati contemporaneamente. (B) L’immagine di un filamento fluorescente sarà sfuocata secondo i limiti di risoluzione spiegati nella parte I dell’articolo (e richiamati in figura 6A). (C) Schema di un microscopio a scansione, dove si cerca di illuminare con luce arancione solo una regione, la più piccola possibile. (D) Animazione del principio di scansione “riga per riga”: anche in questo caso l’immagine ottenuta è sfuocata come in B.

 

Anche per questi strumenti però vale la limitazione sulla risoluzione descritta da Abbe, introdotta nella parte I dell’articolo. Questo perchè, come mostrato in figura 8C, per concentrare il fascio di illuminazione in un punto si utilizza una lente, quindi quel punto diventerà un cerchio sfocato (si ricordi l’introduzione riguardo a punti e cerchi), illuminando tutti i fluorofori presenti al suo interno (animazione 8D). In un microscopio a scansione la risoluzione di un’immagine dipende quindi dalla dimensione del fascio con il quale il campione viene illuminato: fasci più piccoli potranno rivelare dettagli più piccoli. Un fascio concentrato in una regione piccolissima potrebbe illuminare un fluoroforo alla volta, creando un’immagine ad altissima risoluzione. Purtroppo, secondo il criterio di Abbe, il fascio illuminante di luce arancione in figura 8C non potrà mai essere concentrato in meno di circa 150nm. Come superare il limite di Abbe e focalizzare il fascio illuminante in un cerchio più piccolo? La microscopia STED percorre una strada alternativa: illuminare tutti i fluorofori in un diametro di 150nm ma diminuire il numero di fluorofori attivi. L’obiettivo è disattivare tutti i fluorofori esterni a un cerchio di circa 50nm, quindi quattro volte più piccolo di quello eccitante, ottenendo in pratica l’effetto che avrebbe un fascio più piccolo (le dimensioni dei cerchi variano a seconda della luce e dei fluorofori utilizzati).

Per ottenere questo effetto, in un microscopio STED la scansione è effettuata con due fasci invece che con uno solo. Sovrapposto al normale fascio di eccitazione, e con esso concentrico, si muove un fascio di svuotamento di una diversa lunghezza d’onda e a forma di ciambella, cioè con intensità nulla al centro, come in figura 9. Quest’ultimo ha una lunghezza d’onda tale da causare nei fluorofori eccitati un processo detto emissione stimolata (descritto nel box 2) che di fatto disattiva i fluorofori illuminati dal fascio a ciambella.

Box 2: L’emissione stimolata

L’emissione stimolata è un fenomeno inizialmente teorizzato da Einstein nel 1916, ed è alla base del funzionamento dei laser (le lettere “SE” in LASER stanno per stimulated emission). Immaginiamo di illuminare il fluoroforo di figura 8, che eccitato con luce arancione emette luce rossa. Come è stato scritto in precedenza, il fluoroforo rimarrà eccitato per qualche miliardesimo di secondo, prima di riemettere il fotone rosso. Se in questo intervallo di tempo arriva un fotone di un altro colore, per esempio viola, il fluoroforo invece di emettere un fotone rosso, ne emetterà uno viola. Cosa succede se sovrapponiamo al fascio di eccitazione arancione un fascio di svuotamento a ciambella viola? Tutti i fluorofori illuminati contemporaneamente dal fascio di eccitazione e dal fascio a ciambella assorbono comunque un fotone, ma invece di riemetterlo sotto forma di fluorescenza, ne emettono uno di un colore diverso. Dato che questa luce può essere separata dal segnale di fluorescenza con dei filtri, in pratica rimangono visibili solo i fluorofori che appartengono al piccolo gruppo centrale che non è soggetto al fascio a ciambella (figura 9 a destra).

Figura 9 - Il fascio di eccitazione (arancione), il fascio di svuotamento (viola), e la loro sovrapposizione concentrica. È nella zona di sovrapposizione tra il bordo interno della ciambella e il bordo esterno del fascio di eccitazione che avviene lo spegnimento dei fluorofori. Di fatto, i fluorofori che emetteranno fluorescenza saranno quelli che si trovano nella zona buia della ciambella.

Figura 9 – Il fascio di eccitazione (arancione), il fascio di svuotamento (viola), e la loro sovrapposizione concentrica. È nella zona di sovrapposizione tra il bordo interno della ciambella e il bordo esterno del fascio di eccitazione che avviene lo spegnimento dei fluorofori. Di fatto, i fluorofori che emetteranno fluorescenza saranno quelli che si trovano nella zona buia della ciambella.

Come per la PALM, in figura 10 riportiamo un esempio di applicazione della STED. Il risultato finale è uguale a ciò che si otterrebbe scansionando il campione con un fascio molto sottile, al di sotto del limite di Abbe. Le immagini create da un microscopio STED risulteranno migliori e più definite di quelle di un tradizionale microscopio a scansione. L’entità del miglioramento della risoluzione dipende da certe proprietà chimiche dei fluorofori e dalla potenza del fascio di emissione stimolata. Risoluzioni dell’ordine dei 50nm sono tipiche per questi sistemi.

Figura 10 - Applicazione della microscopia STED. L’immagine mostra un nucleo cellulare sulla cui superficie sono disposti numerosi pori del diametro di 120nm che regolano il passaggio di proteine e RNA tra il nucleo e il citoplasma. Mediante la microscopia a STED è possibile osservare disposizione delle proteine che compongono il poro. (Non bisogna lasciarsi trarre in inganno: il fatto che i pori appaiano come strutture concentriche simili a quelle di figura 9 è un puro caso! I diversi colori derivano da diverse coppie eccitazione-svuotamento applicate a diverse proteine.)

Figura 10 – Applicazione della microscopia STED. L’immagine mostra un nucleo cellulare sulla cui superficie sono disposti numerosi pori del diametro di 120nm che regolano il passaggio di proteine e RNA tra il nucleo e il citoplasma. Mediante la microscopia a STED è possibile osservare disposizione delle proteine che compongono il poro (Non bisogna lasciarsi trarre in inganno: il fatto che i pori appaiano come strutture concentriche simili a quelle di figura 9 è un puro caso! I diversi colori derivano da diverse coppie eccitazione-svuotamento applicate a diverse proteine).

 

Le due tecniche presentate in questo articolo hanno lo stesso obiettivo: spingere la microscopia ottica a risoluzioni migliori, per portarci a nuove scoperte soprattutto nello studio della materia vivente. Sia STED che PALM offrono un nuovo sguardo nel mondo subcellulare e macromolecolare, ma lo fanno con metodologie diverse, che le rendono adatte a diverse applicazioni. La PALM permette di raggiungere risoluzioni migliori della STED, ed è un sistema piú facile da implementare e mantenere. La STED però è molto più rapida nell’acquisire le immagini, e quindi puó essere utilizzata per studiare anche la dinamica di campioni vivi, che nella PALM sarebbero inutilizzabili.

Bibliografia

[1][2] M. Grison, L. Rossetti, (2017) Vantaggi e limiti delle moderne tecniche di microscopia ottica, AIRInforma, 4, 2017-03-23.

[3][4] de Almeida Ribeiro Jr E. et al., (2014) The Structure and Regulation of Human Muscle α-Actinin, Cell, Volume 159 , Issue 6 , 1447 – 1460.

Info sui Revisori di questo articolo

Giorgia Palano è PhD student in Cardiovascular Regenerative Medicine al Karolinska Institutet (SE).

Matteo Campioni, PhD in biologia molecolare e biochimica presso l’Università di Ferrara, è attualmente ricercatore post-dottorato presso il Laboratorio Armenise-Harvard di Biologia Strutturale, Università di Pavia (IT).

Maria Rossana Caniglia è Architetto e PhD in Conservazione dei Beni Architettonici e Ambientali.

About the Author

Marco Grison
Marco Grison
Marco Grison è nato in Valpolicella nel 1988, nella provincia di Verona. Dopo il liceo scientifico si iscrive all'Università di Padova, dove studia Fisica. Dopo la laurea triennale, decide di specializzarsi in Fisica Biologica. Svolge la tesi magistrale a Parigi, all'Institut Curie, sulla stimolazione meccanica delle cellule ciliate dell'orecchio interno. Si trasferisce a Monaco di Baviera nel 2012, dove attualmente risiede, per iniziare un dottorato in Biofisica all'Università Tecnica (TUM). Si occupa di come le forze generate dai muscoli ne influenzino l'integrità, studiando come le singole proteine interagiscono tra loro.

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